植物学报 Chine Bulletin of Botany 2020, 55 (6): 777–787,
doi: 10.11983/CBB20020 ——————————————————
收稿日期: 2020-02-10; 接受日期: 2020-05-08
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基金项目: 国家重点研发计划(No.2018YFD1000300)、现代种业重大科技专项(No.2018B02020-2005)和广东省现代农业产业技术体系创新团队建设专项(No.2019KJ109) † 共同第一作者
* 通讯作者。E-mail:**************
木葡聚糖及其在植物抗逆过程中的功能研究进展
肖银燕†, 袁伟娜†, 刘静, 孟建, 盛奇明, 谭烨欢, 徐春香*
华南农业大学园艺学院, 广州 510642
摘要 木葡聚糖(XyG)是一种存在于所有陆生植物细胞壁中的基质多糖, 是双子叶植物初生细胞壁中含量(20%–25%,
w/w)最丰富的半纤维素成分。作为细胞壁的组分, XyG 不仅与植物的生长发育密切相关, 还在植物抵抗各种生物和非生物逆境过程中发挥重要作用。XyG 代谢相关基因主要通过改变植物细胞壁的组成以及对细胞壁进行重排进而改变细胞壁的弹性/硬度等特性, 影响植物的抗逆性。XyG 及其寡糖也可能作为信号分子, 或与其它信号分子协同作用应对逆境胁迫。该文概述了XyG 的结构与类型及参与XyG 生物合成与降解的相关基因, 重点阐述XyG 相关基因应答生物和非生物胁迫的作用机制。
关键词 半纤维素, 木葡聚糖代谢, 生物胁迫, 非生物胁迫, 抗性
肖银燕, 袁伟娜, 刘静, 孟建, 盛奇明, 谭烨欢, 徐春香 (2020). 木葡聚糖及其在植物抗逆过程中的功能研究进展. 植物学报 55, 777–787.
植物细胞壁是围绕在植物原生质体外的一种细胞结构, 由初生细胞壁和次生细胞壁组成。初生细胞壁位于外层, 是由纤维素、半纤维素和果胶等多糖及结构蛋白组成的一种复杂网络结构。次生细胞壁的结构与组成均与初生细胞壁有所不同, 除了纤维素和半纤维素外, 还含有木质素。植物细胞壁除了作为细胞的主要结构成分, 承担机械支撑、维持和决定细胞形态等功能外, 还在植物的生长发育(陈昆松等, 1999)及抵抗各种生物和非生物逆境过程中发挥重要作用(Houston et al., 2016; Vaahtera et al., 2019), 并影响作物的农艺性状(Hu et al., 2017)。
木葡聚糖(XyG)是双子叶植物初生壁中含量最为丰富的半纤维素成分, 约占细胞壁重量的20%–25%, 而禾本科植物中一般仅为2%–10% (Scheller and Ulvskov, 2010)。前人对XyG 的结构、分类及参与XyG 代谢过程的相关酶基因进行了详细介绍(李雄彪和张金忠, 1994; Del Bem and Vincentz, 2010; 解敏敏等, 2015; Pauly and Keegstra, 2016)。近年来, 随着分子生物学技术的发展, 包括半纤维素在内的细胞壁
成分代谢及其在植物生长发育和抗逆过程中的功能研究取得了令人鼓舞的进展。然而, 国内外尚未见关于XyG 在植物抗逆过程中的功能及相关机理研究的综述。本文概述XyG 结构和类型及参与XyG 代谢的相关基因, 并重点介绍这些基因及其产物在植物抗逆过程中的功能及抗性机理。
浙大宁波理工1 XyG 的结构与分类
XyG 是一种由D-吡喃葡萄糖残基以β-1→4键相连构成主链的杂多糖, 葡萄糖残基在O-6位上可被D-吡喃木糖残基所取代(Kiefer et al., 1989)。主链上的葡萄糖残基和侧链上的木糖残基都能以特定连接方式在特定位置被各种糖残基取代(Scheller and Ulvskov, 2010)。根据XyG 取代基及其连接方式, 目前已鉴定出24种独特结构(Pauly and Keegstra, 2016)。在标准命名法中分别用不同的单个字母代码来命名和区分不同类型的XyG: 如字母G 代表主链上的葡萄糖残基未被任何其它糖/非糖基团取代, X 代表葡萄糖残基O-6
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位被α-D-吡喃木糖基团取代, L代表木糖残基的O-2位被半乳糖基团取代, F代表半乳糖残基的O-2位被岩藻糖基团取代(Fry et al., 1993)。XyG可能含有O-乙酰基取代基, 发生乙酰化(Kiefer et al., 1989)。乙酰基团既可修饰主链的葡萄糖残基, 也可修饰支链半乳糖残基或其它糖残基。这些结构分别用相应字母加下划线表示。例如, XLFG型XyG表示每4个葡糖残基中前3个被木糖基化, 其中第2个木糖残基被半乳糖基团取代, 第3个被半乳糖基团取代后又进一步被岩藻糖基团修饰, 且半乳糖残基发生乙酰化(图1)。
根据寡糖的结构可将XyG分成XXXG和XXGG两种主要类型。双子叶植物的XyG为XXXG型, 而禾本
图1 XLFG型和XXGG型木葡聚糖(XyG)的生物合成与降解示意图
木葡聚糖生物合成酶有FUT (XyG特异岩藻糖基转移酶)、GS (β-1,4-葡聚糖合成酶)、MUR/XLT (XyG特异半乳糖基转移酶)、AXY4L/TBL22和AXY4/TBL27 (XyG特异乙酰基转移酶)、XXT (XyG特异木糖基转移酶)以及XYBAT (XyG葡聚糖骨架乙酰转移酶)。XyG降解酶类有AE (乙酰酯酶)、BGAL (β-半乳糖苷酶)、FUC (α-岩藻糖苷酶)、XTH (XyG内转糖苷酶/水解酶)和XYL (α-木糖苷酶)。图下方为根据XyG命名法获得的相应单字母代码。G: XyG主链葡萄糖残基未连接其它任何糖残基或非糖基团; G: XyG主链葡萄糖残基发生乙酰化; X: XyG主链葡萄糖残基O-6位连接木糖基团; L: X型基团的木糖残基O-2位连接半乳糖基团; F: L型基团的半乳糖残基O-2位连接岩藻糖基团, 且半乳糖残基发生乙酰化。
Figure 1Schematic of the biosynthesis and degradation of XLFG-type and XXGG-type xyloglucan (XyG)
Enzymes involved in XyG biosynthesis are FUT (XyG: fucosyltransfera), GS (β-1,4-glucan syntha), MUR/XLT (XyG: galac-tosyltransfera), AXY4L/TBL22 and AXY4/TBL27 (XyG: acetyltransferas), XXT (XyG: xylosyltransfera), and XYBAT (XyG backbone acetyltransfera). Enzymes involved in XyG degradation are AE (acetylesteras), BGAL (β-galactosida), FUC (α-fucosida), XTH (XyG endotransglycosyla/hydrolas), and XYL (α-xylosida). The correspondi
ng one-letter codes from the XyG nomenclature have shown below the pictograms. G: Unsubstituted glucosyl residue of the backbone gluco of XyG; G: Backbone gluco of XyG carries an O-acetyl substituent; X: Xylosyl residue is attached to the glucan backbone of XyG at O-6; L: Galactosyl residue is attached to the xylosyl residue of X group at O-2; F: Fucosyl residue is attached to the galactosyl residue of L group at O-2, and galactosyl residue carries an O-acetyl substituent.
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残暴瑜伽科和茄科植物的XyG为XXGG型。与XXXG型XyG相比, XXGG型XyG的木糖基化程度相对较低, 通常不发生岩藻糖基化(Pauly and Keegstra, 2016)。植物的XyG类型不仅具有物种特异性, 还因不同组织器官及发育阶段而异(Liu et al., 2015)。
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XyG在结构和生物合成方面都是研究得最清楚的植物细胞壁多糖之一。许多XyG生物合成相关酶已被鉴定。与大多数复杂碳水化合物相同, XyG也在高尔基体中合成。
2XyG代谢
2.1 XyG的生物合成
2.1.1 主链生物合成
手机辐射对孕妇的影响有多大XyG主链骨架的生物合成由XyG特异葡聚糖合成酶, 即β-1,4-葡聚糖合成酶(β-1,4-glucan syntha, GS)负责(Cocuron et al., 2007), 该酶由类纤维素合成酶基因4 (cellulo syntha-like C4, CSLC4)编码, 后者属于碳水化合物活性酶(carbohydrate-active en-zymes, CAZy)糖基转移酶2 (glycosyltransfera 2, GT2)家族。
2.1.2 骨架木糖化
所有类型的XyG葡聚糖主链都含有木糖基取代基。XyG特异木糖基转移酶(XyG: xylosyltransfera, XXT)负责将UDP-木糖添加到主链葡萄糖残基O-6位上(Faik et al., 2002)。目前, 已在拟南芥(Arabidopsis thaliana)中发现多个GT34基因家族成员编码XXTs (Cavalier et al., 2008)。此外, 在水稻(Oryza sativa)、番茄(Solanum lycopersicum)和旱金莲(Tropaeolum majus)的种子(Wang et al., 2014; Mansoori et al., 2015)中也发现GT34家族的XXT成员。
2.1.3半乳糖苷化和其它类型的糖基化
大多数XyG木糖残基在GT47家族的一些酶作用下被其它糖基进一步取代, 其中最常见的是D-半乳糖。UDP-半乳糖在β-半乳糖基转移酶(β-galactosyltrans-feras, β-GAL)的作用下掺入XyG。例如, MUR3专一性负责XXXG第3位木糖残基的半乳糖化, 将XXXG变成XXLG (Kong et al., 2015; Xu et al., 2018), 而XLT2负责XXXG第2位木糖残基的半乳糖化, 将XXXG变成XLXG (Jenn et al., 2012)。此外, 木糖
残基的O-2位也可能被其它糖残基修饰。近年来, 相继鉴定到一些负责糖基转移的酶, 如拟南芥XyG特异半乳糖醛酸基转移酶1 (XyG: galacturonosylt-ransfera 1, XUT1)(Peña et al., 2012)和番茄XyG 特异阿拉伯呋喃糖基转移酶(SlXST1和SlXST2) (Schultink et al., 2013)。
2.1.4 岩藻糖基化
XXLG型XyG的半乳糖残基通常会被岩藻糖基进一步取代, 形成XXFG。XyG特异岩藻糖基转移酶(XyG: fucosyltransferas 1, FUT1)负责将GDP-岩藻糖添加到XXLG或XLLG的L上(Vanzin et al., 2002)。FUT1属于CAZy家族GT37, 是拟南芥基因组编码的唯一具有FUT活性的酶(Liang et al., 2013)。
2.1.5 骨架及侧链O-乙酰化
XyG的乙酰化主要发生在XXGG型XyG主链的葡萄糖残基及XXXG型XyG侧链的半乳糖残基上(Gille et al., 2011)。植物共有3个蛋白家族参与XyG的乙酰化, 即TBL (trichome birefringence-like)、AXY9 (ALTERED XYLOGLUCAN 9)和RWA (reduced wall acetylation) (Pawar et al., 2017; Pauly and Ramírez, 2018)。植物RWA被认为是乙酰基供体转运蛋白, AXY9蛋白起产生乙酰化中间体的作用(Schultink et al., 2015), 而TBL蛋白是多糖特异性的乙酰基转移酶(Gille et al., 2011; Manabe et al., 2011)。例如, 由TBL基因家族成员编码的AXY4/TBL27及AXY4-like (AXY4L/ TBL22)特异性地乙酰化种子中的XyG (Gille et al., 2011)。在二穗短柄草(Brachypodium distachyon)中也鉴定出1种XyG骨架
乙酰转移酶(XyG glucan back-bone acetyltransfera, XYBAT) (Liu et al., 2016)。
2.1.6 质外沉积与成熟
XyG在高尔基体中合成后, 被囊泡运输到细胞壁。迄今为止, 人们对XyG掺入现有细胞壁的过程知之甚少。已有研究表明, XyG可以通过非酶自组装的方式与现有纤维素微纤维网络结合(Hayashi et al., 1987)。XyG一旦沉积在壁中, 其结构保持动态, 原因是相关酶的靶标结构域会经历结构成熟和由质外体植物酶降解的周转(Franková and Fry, 2013)。
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2.2XyG的降解
2.2.1 主链降解与重排
植物XyG内转糖苷酶/水解酶(endotransglycosyla/ hydrolas, XTHs)基因属于CAZy糖基水解酶16 (glycoside hydrola 16, GH16)家族基因, 编码的蛋白可能具有2种不同的催化活性, 对XyG的影响不同。其中XyG特异内水解酶(XyG: endohydrola, XEH)活性在形式上是XyG特异的内切葡聚糖酶(xyloglu-can-specific endo-1,4-glucanas, XEGs), 降解XyG主链骨架(Hayashi et al., 1984); 而XyG特异内转糖基酶(XyG: endotransglycosyla, XET)活性则负责XyG网络重塑, 即XyG被降解后再重新
连接到其它XyG链上, 从而改变XyG的长度(Franková and Fry, 2013)。XTHs编码的某些蛋白仅具有XEH活性, 从还原端将XyG水解为XyG寡糖(XyG oligosaccha-rides, XGO) (Shinohara et al., 2017)。此外, Sam-pedro等(2017)证明, 拟南芥有2个来自GH3家族的β-葡萄糖苷酶(β-GLU)能从非还原端裂解XyG主链骨架未被取代的Glc基团。
2.2.2 支链降解
参与XyG支链降解的糖苷酶主要包括α-木糖苷酶(如AtXYL1/AXY3) (Shigeyama et al., 2016)、β-半乳糖苷酶(如AtBGAL10)和α-岩藻糖苷酶(如AtFUC95A和AXY8) (Günl et al., 2011; Sampedro et al., 2012), 分别降解相应的糖残基。
3 XyG在植物抗逆中的功能
植物在整个生命周期中经常遭受各种生物和非生物逆境胁迫。相应地, 植物采取多种防御策略来应对逆境, 包括改变细胞壁结构与组成、表达包括与木葡聚糖代谢相关基因在内的抗逆基因(Xie et al., 2011; Ma et al., 2013; Yan et al., 2015; Wu et al., 2017; Bacete et al., 2018; Niu et al., 2018), 还可能通过启动抗性相关信号来应对逆境(Engelsdorf et al., 2018)。
3.1非生物胁迫
3.1.1 低温胁迫
早在20多年前, 拟南芥XyG特异糖基化基因TCH4 (即AtXTH22)就已被证明非常耐(12–18)°C低温(Pu-rugganan et al., 1997)。近年来, 大量组学研究结果表明多种植物的XyG代谢相关基因(如XTHs)响应低温胁迫, 并可能与植物的抗寒性密切相关(刘静, 2018; Takahashi et al., 2019)。推测低温下植物XTHs等基因表达量的改变影响XyG之间的共价交联以及XyG与纤维素微丝之间的联系, 从而改变细胞壁特性, 增强其抗冻性(Rao and Dixon, 2017)。此外, 研究发现sfr2基因编码的β-GLU是植物抗冻性必不可少的组成型表达蛋白(Thorlby et al., 2004)。鹰嘴豆(Cicer arietinum)在冷驯化过程中, 脱水蛋白和β-glu 的表达量以及H2O2和丙二醛的含量显著升高, 耐冷能力增强(Khazaei et al., 2015)。
3.1.2 旱涝胁迫
研究表明, 植物XyG降解相关基因参与抗旱/涝过程。Kumar等(2019)发现在聚乙二醇模拟的干旱条件下, 2个耐旱类型鹰嘴豆中的XTH23基因均下调表达, 推测植物通过维持足够的木葡聚糖和纤维素含量来确保保卫细胞对气孔的控制(Rui and Anderson, 2016), 从而抵御逆境。此外, 在涝害条件下10个大豆(Glycine max) GmXTHs的表达量发生显著变化, 过表达拟南芥AtXTH31的大豆耐涝性增强(Song et al., 2018)。
3.1.3盐胁迫
植物XyG代谢相关基因与其抗盐性的研究多见于XTH基因家族。例如, 转辣椒(Capsicum annuum) CaXTH3的拟南芥耐盐性增强, 推测其通过调节气孔关闭来防止过度失水, 从而提高耐盐性(Cho et al., 2006)。与此类似, 在长期的盐胁迫下, 耐盐植物胡杨(Populus euphratica)叶子发育成肉质叶从而抵御逆境。过表达胡杨PeXTH的烟草(Nicotiana tabacum)耐盐性增强, 叶片肉质化但不膨胀(Han et al., 2013)。相反, 在盐胁迫下, 拟南芥AtXTH30表达量大幅上升, 敲除该基因后其耐盐性增强, 而过表达该基因增加其盐敏感性。盐胁迫引起拟南芥xth30突变体中XGO含量的上升较野生型少, 根部Na+积累量和H2O2含量减少。上述结果表明, XTH30通过调控XyG 的侧链合成、改变XLFG的含量和纤维素合成以及皮层维管稳定性负调控植物的耐盐性(Yan et al., 2019)。导致相反结果的可能原因是XTHs的双重酶活
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性(Ro et al., 2002)。
3.1.4 铝胁迫
研究表明, 铝毒是由于Al3+与植物的细胞壁结合从而影响根系的伸长, 而XyG被认为是Al主要的结合位点(Zhu et al., 2012)。拟南芥XyG的乙酰基转移酶基因TBL27缺失的突变体比野生型植株对Al更敏感, 细胞壁半纤维素中Al积累更多。此外, Al处理可显著降低XyG的O-乙酰化水平。研究表明, XyG通过调
节O-乙酰化水平影响半纤维素中的Al结合能力, 进而影响拟南芥对Al的敏感性(Zhu et al., 2017)。
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3.1.5 多重逆境
近年来, 越来越多的研究表明, XyG代谢相关基因能够响应多种逆境或增强植物对多种逆境的抗性。例如, PeXTH基因同时具有提高胡杨耐盐及重金属的功能(Han et al., 2013, 2014)。水稻OsXET9能够被冷、热和干旱等多种逆境高度诱导表达, 是一个逆境响应标记基因(Dong et al., 2011)。类似地, 辣椒CaXTH3也受多种非生物逆境诱导表达, 过表达该基因的拟南芥和番茄表现出对盐和干旱胁迫的耐受性增强(Cho et al., 2006; Choi et al., 2011)。NtEXGT是烟草中1个编码XTHs的基因, 该基因不仅受生长素等多种植物生长调节剂诱导, 还在盐、干旱、冷和重金属(如镉)胁迫下上调表达, 但是在低温(0°C)和较高浓度(100 μmol·L–1) ABA处理后表达量却下降, 这表明NtE-XGT受ABA调控, 在逆境条件下依赖于ABA信号途径。过表达NtEXGT烟草植株具有更强的耐寒性和耐热性(Kuluev et al., 2017)。Iurlaro等(2016)系统研究了硬粒小麦(Triticum durum) XTH基因家族对脱水和热胁迫的响应, 发现两种逆境对TdXTHs表达量的影响因品种的抗逆能力、器官及根的不同区域而异, 脱水时根尖TdXTHs表达量及XEG酶活性升高而热处理的效果相反。烟草中的12个NtXTHs对盐、碱和冷、热胁迫响应不同(Wang et al., 2018)。上述结果表明, XyG代谢相关基因对逆境的响应可能具有物种、器官及逆境特异性。
3.2 生物胁迫
3.2.1 病害
降解植物XyG是病原菌成功侵染寄主的必要条件(Choi et al., 2013)。在侵染过程中, 病原菌通过产生各种酶来降解植物细胞壁XyG (DeBoy et al., 2008)。为了应对病原菌的侵染, 植物采取多种措施进行防卫。例如, 表达相应的抑制蛋白抵御病原菌, 植物XyG的降解产物也能诱导抗病性。
3.2.1.1 XyG降解相关基因
质外体组织是植物抵御病原菌的关键战场。病原菌分泌质外体XEGs降解植物XyG的主链, 相应地, 植物通过诱导表达其抑制蛋白(xyloglucan-specific endo- 1,4-glucana inhibitor protein, XEGIP)的方式进行抵抗。这在苹果(Malus x domestica)和大豆等多种植物中得到证实。植物XEGIP通过与病原菌XEG结合从而使其失活, 进而抑制病原菌对植物细胞壁XyG的降解(Bai et al., 2015; Ma et al., 2017)。此外, XEGIP 还可通过过敏性坏死(Jones et al., 2006)和诱导抗性(Choi et al., 2013)等途径增强植物的抗性。另外, 植物XEGs也可能与感病性有关(Karczmarek et al., 2008)。Li等(2019)发现在接种柑橘溃疡病病原菌(Xanthomonas citri subsp. citri, Xcc)后, CsXTH04/ 21在感病品种中上调表达而抗病品种正好相反, 并受外源水杨酸和茉莉酸甲酯诱导, 且过表达CsXTH-04的甜橙(Citrus sinensis)表现感病, 沉默该基因则使甜橙抗病, 表明该基因可能与柑橘对溃疡病的感病性相关。相反, Sharmin等(2012)发现在遭受茎/芽腐病病原菌(Macrophomina phaolina)侵染后, 抗病黄麻(Corchorus capsularis)野生种CtX
TH1基因上调表达而感病栽培种CoXTH1下调表达, 表明黄麻XTHs表达量可能与其抗病性呈正相关。类似地, Ma-XTH23基因在接种香蕉枯萎病菌(Fusarium oxysp-orum f. sp. cuben)前后在抗病品种中的表达量均显著高于感病品种, 表明该基因可能与香蕉对枯萎病的抗性有关(Niu et al., 2018)。马铃薯(Solanum tu-berosum) XTH-Xet5在诱导抗病品种对马铃薯Y病毒(PVY)的过敏性坏死反应过程中起联接不同多糖的作用, 可通过增强细胞壁强度来提高其抗病性(Otulak- Kozieł et al., 2018)。
发票丢失证明模板3.2.1.2 XyG乙酰化
有研究表明, XyG乙酰化程度与植物的抗逆性相关。例如, 将真菌的鼠李糖半乳糖醛酸乙酰酯酶转入拟南
