关于《 河口及海洋环境中氨氧化微生物的研究成果综述 》，是我们特意为大家整理的，希望对大家有所帮助。
Abstract：Ammonia-oxidizing microorganisms ( AOMs) regulate the first step of nitrification in the geochemical cycle of nitrogen, which can oxidize NH3 in the habitat to nitrite NO-2.With the in-depth study of the function and role of microorganisms in geochemical cycling, the study of ammonia-oxidizing microorganisms in the major estuaries and oceans has also attracted much attention.AOMs has different niche differentiation in different environments.The abundance of ammonia-oxidizing bacteria ( AOB) and ammonia-oxidizing archaea ( AOA) is significantly different in estuarine and marine environments, and the community structures of AOB and AOA are also significantly different.In estuaries and oceans, environmental factors such as salinity, temperature, nitrogen content, carbon content and dissolved oxygen are significantly different.Analyzing the effects of different environmental factors on AOMs and understanding the spatiotemporal dynamics, community structure change and niche differentiation characteristics of AOMs are the theoretical basis for studying microbial nitrogen geochemical cycle.
Keyword：oceans; estuaries; diments; Ammonia-oxidizing microorganisms AOMs; niche;
自然界中氮循环的四个主要过程, 即固氮作用、硝化作用、反硝化作用和氨化作用均由各生态系统中的环境微生物催化转化, 其中硝化作用需在AOMs和亚硝酸氧化细菌的共同参与下才能完成由氨或铵离子到硝酸盐的转变过程, 从而达到增加环境中微生物可利用氮素营养的效果[2,3]。氨氧化作用 (NH3→HNO2) 作为硝化作用第一步, 限制着氮循环的反应速度[4], 涉及到该过程的氨氧化微生物类群主要为AOB和AOA两类, 它们在环境中通过氨单加氧酶 (AMO) 可以氧化环境中的NH3 (如图1所示) 。而AOB与AOA两者在不同生态环境中的生理分化、地域分化等也随之不同[5]。因地理位置的空间差异到环境改变的时间差异, 以及各种环境因子带来的影响导致AOMs的丰度、群落结构和功能显着不同, 加上微生物种间竞争和底物浓度高低的影响, 导致在每种环境中AOMs具有独特的生态位分化。
近年来, 分子生物学技术从基因水平上推进了AMOs的研究, 通过16S rRNA基因与功能基因的研究, 发现氨氧化细菌和氨氧化古菌普遍存在于土壤[6]、淡水[7]、海洋[8]、河口[9]区域, 甚至存在于高温热泉[10]、南极土壤[11]等极端环境中。因为AMOs对环境中氨的转化作用, 其研究备受全球关注。AOMs催化着氨 (NH3) 的有氧氧化为亚硝酸盐 (NO2-) , 该步骤的代谢标志物是氨单加氧酶, 相应的编码基因amo基因存在于细菌和古菌内, 现在已经成为环境微生物学中应用最广泛的分子标志物之一[12]。
河口和海洋区域作为地球化学循环中氮循环的重要发生区域, 具有复杂多样的生态环境, 氨氧化作用在这些区域调节着氮循环。据报道, 氨氧化作用导致海洋中大部分的N2O的输出, 且贡献率要更高于反硝化作用[13]。河口处较高的营养盐含量以及氨氮浓度, 更是影响着氨氧化的能力[14]。本文对河口及海洋环境中氨氧化细菌、氨氧化古菌的研究成果进行综述, 通过对AOB与AOA在河口与海洋区域的生态位研究, 更深入地揭示AOMs在河口与海洋氮循环中的重要作用, 为生态环境的可持续发展利用及污染修复等领域奠定理论基础。
1、氨氧化细菌
1.1、AOB的发现
早在1872年, 科学家首次发现自然界的氨氧化过程, 当时发现的微生物被误认为是发酵微生物。1890年, Winogradsky等发现第一株AOB——Nitrosomonas europaea, 进而证实了自然环境下氨氧微生物及氨氧化过程的存在[15]。截至2004年, 人们认为自然环境中氨氧化作用都是由AOB催化完成[12]。最初AOB由形态学标准进行分类, 主要基于细胞膜的内部排列结构来进行不同种属的划分。1993年Head等第一次从代表性菌株纯培养物的16S rRNA基因序列的PCR扩增产物中分类出AOB[16]。此后, 16S rRNA基因序列成为评估AOB系统发育的主要方法。
1.2、AOB的种类与分布
结合生态学和遗传学数据, 将AOB的生态型分为4类, 分别是:淡水沉积物类、废水 (污水) 类、土壤类以及海洋类[17]。在淡水和海洋系统, 一些AOB物种分布上存在重叠区, 但是这些生态系统中一般具有明显不同的优势AOB群落。因为时空动力学上的淡水和海水混合作用, 河口AOB物种分布可能更加复杂。由于河口区域的生态特点, 如潮汐变化、营养盐增加、淡水输入, 形成不同生境, 决定了AOB群落结构和多样性[18,19]。氨氧化细菌主要是依靠氨的有氧化, 所以他们的生存环境需要氨和氧气, 而在一些低氧环境中如海洋的贫氧区等地域氨氧化细菌可能与厌氧氨氧化细菌存在相互竞争, 因为很多细菌可以在厌氧条件下利用反硝化能力产生NO, 并直接用于氨氧化从而产生氮气。早在1971年Watson就提出了主要由细胞形态等结构和生理差异所决定的5种AOB (Nitrosomonas、Nitrosococcus、Nitrosospira、‘Nitrosovibrio’和‘Nitrosolobus’) [20]。随后基于16S rRNA基因序列的高相似性 (98%) , 提倡将“Nitrosovibrio”, Nitrosospira和Nitrosolobus合并为单一属Nitrosospira[21]。到目前为止通过细菌16S基因相似性的研究确定了变形菌门 (Proteobacteria) 中一个谱系隶属于β-变形菌门 (Betaproteobacteria) , 包括Nitrosospira, Nitrosomonas属和Nitrosococcus属等, 以及另一个谱系位于γ-变形菌门 (Gammaproteobacteria) , 包括Nitrosococcus属等成员[22]。已有研究表明, β-变形菌门的AOB在大多数环境中广泛分布, 而γ亚纲的AOB仅在海洋与盐湖等环境中被发现[23]。此外, 土壤和海水样品中均能检测到Nitrosomonas的16S rRNA基因序列, 并且海水样品以Nitrosospira较为常见[24,25]。
图1 河口与海洋环境中氮循环过程, 以及氨氧化作用在AOB与AOA中的途径
1.3、河口与海洋中AOB的生态位
1.3.1、游离氨及铵盐的影响
AOB属于化能自养细菌, 将氨作为生长的能源, 并结合AOB对DO的依赖。在河口与海洋等环境中氨氧化细菌将氨作为其能源和还原剂, 通过氨单加氧酶 (AMO) 首先将氨转化为NH2OH, 再通过Hao基因表达羟胺氧化还原酶 (HAO) 最终生成NO2-, 这个过程的反应底物氨存在于地球的各个角落。高氨浓度会使环境中一氧化氮和一氧化二氮的含量增加, 并且在游离氨升高的时候 (浓度在50.2~687.2 mg/L) , AOB的活性会出现明显的抑制[26]。虽然海洋环境中的游离氨以及铵盐的浓度普遍是较少的 (
1.3.2、AOB的细胞结构
最早对AOB的分类是基于可培养细菌细胞形态上的不同进行。研究表明, 最近在环境中分离出来的可培养的Nitrosospira菌株一般为革兰氏阴性菌、螺旋形细胞结构, 有运动性, 并且为化学无机营养型[33]。Koops对两种海洋和河口区域常被检出的AOB的描述是Nitrosospira的细胞紧密闭合螺旋状, 偶尔呈弧形, 缺少广泛的胞质内膜, 并且偶尔观察到膜向原生质的侵入, 而Nitrosomonas细胞通常是棒状的。但楚江等人分离出的Nitrosomonas sp.THD-1的形态表现为球状至椭球状, 细胞大小在 (0.5~0.8) μm× (0.7~1.3) μm之间。[21,34]。
1.3.3、盐度的影响
在河口与海洋环境中, 特别是具有盐度梯度的河口环境下, 盐度被认为是影响AOB和AOA群落结构的最主要因素。盐度需求在决定许多细菌的生态位分化作用中是一个主要的生理生化参数。海洋中特别是深海环境中的AOB一般以Nitrosospira主导, 而河口及淡水更多的是Nitrosomonas[35], 也有部分研究指出Nitrosomonas在海洋环境中比其他属更具有代表性和更高的丰度[21]。实验室分离的AOB和克隆文库的特征描述都表明, 对于Nitrosospira和Nitrosomonas, 盐度高低导致它们具有显着的区别[36,37]。Plum岛河口沉积物中氨氧化细菌的多样性研究显示, 盐度变化对AOB群落组成影响明显, 高盐站位AOB主要由Nitrosospira主导, 而低盐和中盐站位AOB主要为Nitrosospira-like和Nitrosomonas ureae/oligotropha和Nitrosomonas。高盐站位的AOB群落的稳定性和多样性在三年时间里变化很小[38]。Ythan河口沉积物AOB的分布、群落结构的研究表明, 受海洋影响强烈的站位Nitrosospira cluster1-like序列在AOB群落中占优势, 受淡水影响强烈的站位Nitrosomonas oligotropha-like序列占主导地位。Nitrosomonas sp.Nm143在中盐站位群落中是最普遍的序列类型[39]。旧金山湾河口AOB丰度和多样性的研究显示, 大多数β-AOB序列与其他河口与海洋中Nitrosomonas和Nitrosospira的序列紧密相关[40]。总的来说Nitrosomonas的AOB群落在淡水部分占主导地位, 而NitrosospiraLike的AOB在河口盐度较高的区域或者海洋中出现。在Scheldt河, 当河口由淡水变为咸淡水状态变为海水状态时, 同样观察到了AOB群落结构由Nitrosomonas群落转变为以Nitrosospira为主的群落变化。并且也有研究者指出, 随着河口向海方向, AOB的群落结构多样性逐渐下降[41]。在我国的研究中, 珠江口沉积物AOB的研究结果表明, 不同盐度的沉积物样品中氨氧化细菌物种的相对丰度显着不同, 因此, 河口盐度是AOB生态位分化重要的环境调控因子。
1.3.4、温度的影响
在研究温度对河口与海洋AOB群落生态位的影响分析中, 研究者选取的方法为时空动力学研究, 主要在夏季和冬季水域温度相差很大时进行样品采集与数据分析。2018年Hui He等人在中国乳山湾对AOMs的研究中发现AOB群落结构与温度有显着相关性, 并且在水温较高的夏季AOB对该地区氨氧化作用的贡献多于AOA群落, 而冬季则相反[42]。Cao HL等人在2011年发现珠江口海域至南海表层沉积物中AOB的功能基因amoA基因的多样性随着温度升高而出现降低 (从2.9℃到21.3℃) [43]。同年Emel Sahan指出, 在Westerschelde河口处随着温度从4℃到29℃的变化, 温度决定了该河口AOB的群落结构变化, 并且温度与其群落结构多样性关系呈现负相关的关系[44];同样的现象也在中国的沿海红树林沉积物中被观测到[24]。在Adrien Vetterli等人对芬兰湾的研究中, 通过454焦磷酸测序发现Nitrosospira更容易受到温度升高的影响而出现减少[45], 也就是说低温可能更适合于AOMs的活性。
1.3.5、溶解氧的影响
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在自然环境中溶解氧对AOB群落的影响主要表现在控制群落与盐度之间的联系, 当对DO含量进行调控时, 盐度对AOB群落结构的影响不再显着, 也就是说DO浓度同时影响着盐度变化区域AOB的群落结构[18,46];而水深与水体环境中的溶解氧含量紧密相关, 表层水体溶氧量普遍较高, 而深海沉积物往往是缺氧环境, 这些因子均对菌落的筛选起到重要影响。在DO值较低的环境下例如贫瘠的深海沉积物中AOB表现出比AOA更弱的低氧耐受性[47,48]。在缺氧的3386~5725 m的印度洋海底沉积物以及5017~7068 m的太平洋沉积物中, 通过高通量测序分析发现AOB群落全部是Nitrosospira, 没有检测到Nitrosomonas和Nitrosococcus的菌株[49,50]。在中国南海的研究则发现β-AOB在深海比近岸河口有着更高的多样性[51]。另外在AOB暴露于高DO浓度的条件下 (趋近氧饱和状态时) , 生长速率会出现明显的下降[52]。de Bie等人研究发现河口区域Nitrosomonas群落结构随着DO和盐度变化发生着改变, 并且还发现了适宜生长于低DO含量及低盐度样品中的N.oligotropha谱系的成员[53]。由于AOB主要依靠氨的有氧氧化, 所以它们必须在栖息地利用氨和氧, 在低DO浓度的环境中, 厌氧AOMs会与AOB发生对氨的竞争作用。
2、氨氧化古菌
2.1、AOA的发现
2004年Venter等人在Sargasso海域, 发现古菌的宏基因组中存在原本只存在于AOB中的氨单加氧酶基因 (amoA) 序列, 由此推测在海洋的古菌中可能存在某些古菌群落具有驱动环境中氨氧化反应的可能[12]。随后在土壤宏基因组片段中发现了泉古菌 (Crenarchaeota) AMO基因的3个亚基的序列:amoA、amoB、amoC, 且进一步研究发现, 上述三个基因转录水平与环境中氨氮浓度呈正相关[17,54]。2005年, 第一株泉古菌Nitrosopumilus maritimu SCM1被成功分离及纯培养, 该菌具有氨单加氧酶基因amoA、amoB和amoC, 且将NH3作为唯一氮源和能源, 固定CO2进行无机化能自养生长[55]。此后, 分子证据显示, 氨氧化古菌在河口、海洋区域如透光层、低氧区水体等有着广泛分布并具有很高的氨氧化能力[56,57]。直到2008年Céline Brochier-Armanet等通过分析“Ca.Cenarchaeum symbiosum”基因组研究认为应将AOA划分在一个新的古菌门, 即奇古菌门 (Thaumarchaeota) , 并且这个新的分类现已被主流所认可[58]。并且由于AOA在酸性、高温等极端条件下的广泛存在, 已成为全球氮循环微生物机理研究热门领域之一。
2.2、AOA的种类与分布
16S rRNA基因系统发育研究表明, 海洋来源的AOA多属于Group I.1a, 属于Nitrosopumilales, 包括了NitrosopumilusmaritimesSMC1、Nitrososphaeragargensis以及Cenarchaeum symbiosum等, 并且这个谱系的AOA广泛的存在于世界各地的大洋及沿海水域中[59];另外, 土壤来源的AOA主要属于Group I.1b。近年来从各个实验室分离纯培养的AOA有Nitrosopumilus maritimus, Nitrososphaera gargensis与Cenarchaeum symbiosum、Nitrosocaldus yellowstonii[60], 虽然Group I.1a的所有代表都能将氨氧化与自养碳氧化耦合在一起, 但它们在代谢特性方面各不相同, 包括利用尿素的能力和对少量有机化合物的依赖性[61], 因此存在着多样的生态位分化潜能。
目前绝大多数氨氧化古菌的研究集中在微生物地理学分布规律。根据amoA基因序列的多样性及其所在环境, 氨氧化古菌分为:海洋环境氨氧化古菌、土壤环境氨氧化古菌、嗜极端环境氨氧化古菌群落, 而在海洋中的AOA具有较突出氧化氨的潜在能力。进而使用qPCR的方法发现, 在多数海洋生境中AOA丰度普遍超过同一地区的AOB丰度[47,50]。
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2.3、河口与海洋中AOA的生态位
2.3.1、寡营养和氨浓度的影响
AOA在贫营养的海洋环境中主导着氮循环过程, 控制AOA相对分布的主要因素之一是底物浓度。通过与AOB的对比研究, 发现AOA中N.marimimus SCM1和底物浓度之间表现有较高亲和力 (Km (0.133μmol/L) ) 和较低的阈值 (10nM) 。最重要的是, 这些值与已经显示含有大量AOA的寡营养性开放海洋的原位动力学相关[62]。在地球化学循环中如果大多数已知或未知的AOA被确定属于N.maritimus种群的话, 这意味着AOA可以支撑起海洋环境中所被观察到的大部分氨氧化作用, 这样一来将会对现有的生物地球化学模型起到进一步完善的作用。在河口与海洋中分离的古菌N.maritimus已经发现其在低的铵盐浓度培养基下可以达到最大的生长速率 (0.78/d) [55]。大多数在低铵盐含量和极低铵盐 (0.5 nM) 的环境中对古细菌amoA基因和原位AOA活性的研究发现, 无处不在的AOA其生态型具有明显的多功能性质[27]。除了海洋环境之外, 其他几种环境研究报告也报道了AOA对低NH3浓度的偏好[63]。所以在营养贫瘠的海洋中AOA对氮循环的调控是非常重要的。特朗普发表告别演讲
在众多AOA中也有一些古菌种类随着NH3浓度的增加可以被更多的检测到, 例如Ca.Nitrosotalea devanaterra及Ca.Nitrosoarchaeum koreensis, 它们可适应相当高的底物浓度[60,64]。虽有研究发现对于最寡营养AOB具有抑制作用的NH3浓度 (对于N.oligotropha JL21为21.4 m M) 与对AOA的产生抑制性的NH3浓度 (10至20 m M) 相当, 但是依旧明显低于AOB对NH3的最高耐受性100倍[21]。
2.3.2、AOA的细胞结构
AOA细胞学的研究基于从环境中分离出可纯培养的N.maritimus SCM1菌体。SCM1广泛存在于海洋环境中, 具有良好的代表性, 最初通过电子显微镜大致观测到SCM1的细胞呈现杆状, 直径约为0.17~0.22 mm, 长度为0.5~0.9 mm[55], 根据低温电镜技术层析成像数据, 指数生长的N.maritimus SCM1细胞每0.023 m3细胞体积含有1, 000个核糖体, 大多数AOA的细胞体积比已知AOB的细胞体积小10至100倍, 每个细胞中仅存在单个基因组拷贝以及具有非常低的基因复制速率[65], 可以推测AOA细胞更适应于在寡营养的海洋沉积物中生长。
2.3.3、盐度的影响
在河口以及海洋环境中, AOA群落的组成存在着较大的差异;在河口沉积物中, 古菌的amoA基因丰度与潜在硝化速率 (PNR) 呈负相关, 同时随盐度下降而增加, 并且相对于细菌的amoA基因丰度更加稳定[18,58]。表明AOA在河口与海洋环境中可能具有广泛的盐度耐受性, 在生态位分化上极有可能是因为优势生态类群具有高盐度耐受性, 所以AOA生态型对特定环境盐度或特定盐度范围选择较为宽泛。Mosier等人对旧金山湾沉积物中AOA的研究表明, 来源于低盐河口区的AOA聚类到一起, 形成了独特的低盐类群[40]。在河口低盐区特别是淡水区域的AOA群落组成可以单独聚为一类, 而河口与海洋交叠区域则常常分布着淡咸水环境下重叠的AOA的两个大类的群落, 在淡水区域出现的单独簇更可能是一群处于狭窄生态位上适应于低盐度的AOA类型。综上所述, 盐度可以决定AOA群落结构在不同区域的多样性, 并且是影响AOA群落的重要因子。
moody是什么意思 通过海洋环境中细菌amoA基因和古菌amoA基因丰度的对比发现, 多数海洋环境下盐度与AOB的相关性总是高于与AOA的相关性, Santoro等人就指出在地下河中AOA在含氧量较高的盐水中的含量比β-AOB少30倍[30]。在Yan Zhang等人的微环境模拟实验以及Plum岛河口的研究中揭示了AOA的丰度在顺着盐度梯度上总是高于AOB的丰度, 位于中等盐度的条件下AOA具有最高丰度[38]。
2.3.4、碳含量的影响cock是什么意思
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在河口沉积物和水体中的AOA丰度分布也被指出受到总碳 (TC) 的影响, 一些报道指出TC含量与AOA丰度呈显着正相关[66]。在黄河口的研究中指出沉积物中TOC的含量对AOA群落组成有着显着影响[57]。AOA可以通过利用无机碳和有机碳进行自养和异养生长[67]。奇古菌在生长过程中同化无机碳。自养AOA的碳同化则是通过hcd基因产物进行反应, 即3-羟基丙酸酯/4-羟基丁酸酯循环和二羧酸/4-羟基丁酸酯循环[68,69]为特征的两个自养途径之一进行碳同化作用。发现AOA具有自养代谢途径是通过对N.maritimus和C.symbiosum的基因组研究, 发现他们具有该路径特征的一组基因[54,70], 在研究中也发现hcd基因可能来自于AOA, 奇古菌门hcd基因与amoA基因的分布相似, 并且很有可能起源于相同的生物体, 所以进一步表明了AOA可以通过3-羟基丙酸/4-羟基丁酸循环同化碳以进行自养生长。因此, AOA的多样性和丰度在沉积物中受到碳含量的显着影响, 并且推测在生态位的分化中AOA可能倾向于高碳含量的环境中。
2.3.5、温度的影响
不考虑热泉等高温环境中的嗜热AOA群落, 通过对河口与海洋环境中的奇古菌门基因和AOA的amoA基因丰度与温度的研究发现, 在温度达到40℃时海洋沉积物接种的富集培养物中奇古菌门菌体活性受到完全抑制, 对亚硝酸盐的生成和累积产生严重影响。在墨西哥湾缺氧区硝化作用的分析中发现, 温度是导致该地区AOA生长和亚硝酸盐累积的主要因素[8]。在旧金山湾河口处通过对不同季节不同水温变化的研究表明, 温度对AOA群落结构影响是显着的[40]。在美国乔治亚洲的海岸观测到大陆架断层区域海水中的奇古菌和AOA的amoA基因丰度在4月至7月之间降低, 并于11月份开始回升[71]。在南极西半岛沿海区域中Kalanetr等人观测到奇古菌门在冬季时出现了比夏季更高的丰度值[72], 这一系列低温季节出现的高丰度值被解释为冬季水层垂直水平的混合造成的结果。
另一方面的分析表明, 温度升高会导致河口氨氧化速率更高, 亚硝酸盐积聚明显, 并可能产生更广泛的影响。而古菌对氨的氧化作用是海洋中一氧化二氮的重要来源之一, 水体中亚硝酸盐的升高比硝酸盐更有效地促使沉积物中有效的温室气体N2O的生成[73]。沿海地区可能对海洋N2O排放有重要贡献, 因此由于河口温度诱发的NO2-峰值而增加的N2O排放可能有助于全球变暖的正反馈回路。
2.3.6、溶解氧的影响
DO水平是影响AOA群落生态位分化的重要因素之一。通过近年来的研究表明, 在系统发育树上不同的进化枝上可能存在一些新的AOA成员, 并且这些新成员具有对极低DO水平的耐受性, 推测这些偏向于低DO水平区域的AOA可能还与厌氧氨氧化作用或反硝化作用有一定的耦合关系。在阿拉伯海的低氧区, Pitcher等人报道了对低氧条件偏好的AOA种群, 并且Molina等人在ETSP水层较深的缺氧区也发现了一个明显的AOA种群[74,75]。部分研究表明AOA在海洋中偏好于低DO浓度 (5~7 mg/L) 的环境, 而DO浓度升高时AOA在海洋中进行氨氧化作用的能力将随之下降甚至被抑制, 相反, 在DO值下降时其中AOA可能转变为兼性厌氧的代谢方式, 并与厌氧氨氧化 (Anammox) 或反硝化耦合, 将导致生成更多的N2O等温室气体[46]。此外, 从淡水沉积物中获得的三种富集的AOA被证明在DO浓度降低的条件下是活跃的[76]。AOA的某些特定生态型可以耐受从3.1m M到0.2 m M的较宽范围的DO水平;然而, 一些生态型可能更适合于低氧和含氧缺氧环境。
3、总结与展望
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河口与海洋生态系统具有相近且不同的生态环境, 在AOMs群落上既有重叠区, 又各存在特殊的优势菌群。一般来说, 在深海环境中氨氧化群落多样性中AOA更优于AOB, 并且在AOA/AOB amoA基因的丰度比例上也呈现出丰富的AOA水平, 这一结论在包括中国南海、小笠原海沟、西北太平洋、马里亚纳海沟和西印度洋深海的研究[27,47,50,77], 在这些区域的研究中古细菌amoA样基因序列具有高度的多样性, 可以推断AOA对这些生境中氮循环的贡献是重要的。对这些环境的研究不仅有利于我们对氮循环的理解, 而且这些研究对于优化城市和工业废物的去除尤为重要。此外, 考虑到许多淡水和河口生态系统中受到了人为氮的大量输入以及海洋中AOA的高丰度, 沉积物中存在的原位硝化活性及硝化速率也值得更多关注。另外由于微生物在空间上有较大的空间分布差异特征, 例如在墨西哥湾、南大西洋中部大西洋洋中脊沉积物和寡营养性的南大西洋洋脊中的表层沉积物中均发现AOB占据有主导地位[48,78]。在河口区域环境异质性下生境特征、环境选择和生理特征共同作用决定了AOMs群落的分布格局。这些复杂并存在差异的结果表明我们需要进一步调查和探索AOMs在河口与海洋中的分布和功能。但是鉴于现在的分子生物学研究方法的标准与统一性还不完善, 研究结果都存在一定的误差, 比如在每个研究中DNA提取的回收率差异、测序深度会有所不同和潜在的PCR偏差, 考虑到这些可能的误差, 我们在数据处理上需要更科学的数据同化方案, 数据同化后再进行分析。
目前, 对于AOA参与生物地球化学循环及其与AOB生态位分离的研究还处于基础阶段。由于AOMs群落结构在不同环境中受到的是多方面环境因子的调控, 所以从单一环境因子影响出发无法全面解释对群落结构的影响, 通常在耦合多种因素后通过冗余度分析出某一环境下对AOMs群落结构最突出的影响因素。对AOA底物范围的确定及其参与N2O排放的贡献有助于深入理解古菌对生物地球化学循环的作用。AOA与AOB的基因组序列为研究环境中细菌的功能提供了新陈代谢、功能耦合与功能活性等方面的研究基础。基因组序列也提高了我们对AOMs生态学的理解。通过比较AOMs基因组序列, 将进一步深入认识从氨中获取能量的机制, 以及了解AOMs进化历史的理论依据。基因组序列为更全面地了解AOMs及其位所处环境的生态位, 并且通过加强相关基础理论研究, 有望为减轻环境污染和开发AOMs的功能提供了更科学的方案。
AOMs与亚硝酸盐氧化细菌 (NOB) 的关系有待进一步研究。过去的研究发现AOB和NOB的相互依赖性是两类微生物功能代谢耦合的典型例子, 然而我们却缺乏关于AOA和NOB潜在相关性的了解。除掌握这些微生物在河口与海洋栖息地中的时空分布与共同生存模式之外, 对它们之间关系的深入了解还很匮乏。而海洋环境中具有较低NH3的情况, 并且溶解的CO2浓度是可变的, 这导致AOMs增长率很低, 海洋中的硝化菌群在高盐浓度下有较强耐受能力。所以在河口与海洋区域AOMs与NOB的偶联作用很可能不同于其他生境中的形式, 在未来的研究中值得进一步探究。
尽管国内外学者对河口AMOs多样性、丰度等特征进行了诸多研究, 但AMOs是否是在氨氧化过程中发挥主导作用的微生物类群仍有待进一步的深入研究。由于原始环境样品中微生物RNA提取技术上的难点, AOA与AOB的amoA基因的功能活性很少在RNA水平上进行分析。在大多数研究中, 均是将环境中硝化速率与amoA基因的丰度进行比较, 进而分析AOA与AOB在硝化作用中的贡献[79,80], 虽然通过对这些数据的分析能得到AOMs与硝化速率之间的关系, 但是并不能直观的得出AOMs在硝化作用第一步中起到的关键作用能力的大小, 所以对环境中amoA基因活性还有待深入研究。只有进一步掌握这些微生物在不同生境下功能活性的高低与不同功能之间的耦合作用, 我们才能够更好的理解微生物在氮素生物地球化学循环过程中的作用。
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