乙二醛酶Ⅰ在肝再生中的作用研究进展

更新时间:2023-06-22 11:42:27 阅读: 评论:0

乙二醛酶Ⅰ在肝再生中的作用研究进展
耿小芳;张富春;马纪;徐存拴
【摘 要】代谢产生的毒性物质甲基乙二醛(MG)可通过乙二醛酶系转化成非毒性物质D-乳酸.再生肝等正常生理性增生以及肝癌等病理性增生组织中,乙二醛酶Ⅰ (GLO1)的表达和活性增加,可提高肝脏的解毒能力和应激反应能力,促进肝细胞存活和增殖,保护肝脏细胞免受凋亡.
generation gap【期刊名称】《基础医学与临床》
【年(卷),期】公输的翻译2014(034)012
【总页数】good night什么意思4页(P1702-1705)
【关键词】肝再生;甲基乙二醛;乙二醛酶Ⅰ;细胞存活与增殖
【作 者】耿小芳;张富春;马纪;徐存拴
【作者单位】新疆大学生命科学与技术学院新疆生物资源基因工程重点实验室,新疆乌鲁木齐学电脑组装维修
8300462;河南师范大学省部共建细胞分化调控国家重点实验室培育基地,河南新乡453007;新疆大学生命科学与技术学院新疆生物资源基因工程重点实验室,新疆乌鲁木齐8300462;新疆大学生命科学与技术学院新疆生物资源基因工程重点实验室,新疆乌鲁木齐8300462;河南师范大学省部共建细胞分化调控国家重点实验室培育基地,河南新乡453007
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四六级准考证号忘了【正文语种】中 文
播音员主持人上岗证【中图分类】R333.3
乙二醛酶系包括乙二醛酶Ⅰ(GLO1)、乙二醛酶Ⅱ(GLO2)及辅助因子谷胱甘肽(GSH),是机体普遍存在的解毒系统,能将糖酵解、脂代谢和蛋白质代谢等产生的有毒物质甲基乙二醛(MG)转变成非毒性物质D-乳酸[1- 2]。MG能与蛋白质、核酸和磷脂等交联形成稳定的糖基化产物,抑制细胞生长和分裂,诱导细胞凋亡[3]。GLO1在再生肝和肝癌组织中的过表达,可提高肝脏的解毒能力和应激反应能力,促进肝细胞存活和增殖,保护肝细胞避免凋亡[4- 5]。抑制GLO1的表达,则导致细胞毒性物质积累增加[5]。所以,GLO1的生理作用很受研究者重视,现将有关GLO1在肝再生中的作用研究进展概述如下。
1 乙二醛酶Ⅰ的理化性质和作用peoplesoft
人的GLO1定位于6号染色体的p21.3-p21.1,其CDS区长555 bp,编码184个氨基酸。GLO1为二聚体蛋白,分子质量为46 ku,等电点为4.8~5.1[6]。
GLO1的启动子区有多种调控元件,如核转录因子NF-κB(nuclear factor-κB,NF-κB)结合位点、激活蛋白-1(activator protein-1,AP- 1)结合位点、激活蛋白-2α(activator protein-2alpha,AP- 2α)结合位点、转录因子E2F4结合位点和抗氧化反应元件(antioxidant respon element,ARE)等[3,7]。已发现NF-κB、AP- 2α、E2F4和核因子2相关因子2抗原(nuclear factor erythroid 2-related factor 2,NRF2)能增强GLO1的启动子活性,上调GLO1表达[3,8]。胞质中的GLO1可催化甲基乙二醛(MG)与还原型谷胱甘肽(GSH)形成S-D-乳酰谷胱甘肽。另外还发现,GLO1具有抗糖化和抗氧化应激作用[9]。
2 乙二醛酶Ⅰ在肝再生中的作用
机体中99%的MG均由乙二醛酶系解毒。部分肝切除(partial hepatectomy,PH)诱导的肝再生早期阶段,一方面,肝量减少,损伤反应、炎性反应等增强[10]。另一方面,MG等毒性代谢物积累。因此,需要提高乙二醛酶系的解毒效率。GLO1的表达和活性在大鼠PH后12 h显著高于假手术对照,于PH后24 h达到高峰[4]。而DNA合成起始于PH后12 h,亦于24 h
达到高峰。揭示GLO1响应手术损伤先于DNA合成起始。上述结果表明,GLO1的表达和活性与增生性组织的细胞,包括肝细胞分裂密切相关。
85%肝脏切除后,肝脏的修复机制受阻,再生能力降低,细胞凋亡加剧。用85%肝切除后2 h的小鼠模型研究了GLO1在肝再生中的作用,发现NF-κB的活化受阻,降低GLO1表达,造成MG积累,进一步诱导氧化应激,促进凋亡蛋白BAX表达和半胱天冬酶活化,导致肝细胞凋亡。另一方面,降低白细胞介素-6(interleukin-6,IL- 6)的表达,信号传导与转录激活子-3(signal transducer and activator of transcription-3, STAT3)的磷酸化及其关键靶蛋白前病毒整合位点蛋白Pim1和细胞周期蛋白D1的表达,抑制肝细胞增殖,导致肝再生小鼠死亡[11]。表明肝脏强大的再生能力也可被肝组织的大量丢失及GLO1的表达降低所阻断。
在活体肝移植中,捐赠者必须提供足够的肝组织以使患者成功恢复肝功能[12]。为此,寻找减少损伤反应的策略,用较少的肝达到相同的目的必不可少。例如,通过提高GLO1的表达,促进肝细胞存活和增殖,拮抗MG对肝细胞的损伤等措施就是可选择的策略。
3 肝再生中乙二醛酶Ⅰ调节肝细胞增殖的机制
正常情况下,肝脏中代谢产生的MG足以被GLO1解毒,但在肝损伤和部分肝切除后,肝脏不能及时足额地将MG转化,造成MG在肝脏积累。因此,肝脏需要通过提高GLO1的表达量和活性,避免MG在肝脏中积累产生危害。
3.1 MG通过提高Akt1的磷酸化作用促进肝细胞增殖
februaryMG的正常生理浓度为0.2~5 μmol/L。但当MG达到1.25~20 μmol/L的较高浓度范围时,会诱导AKT1、P21和P27的磷酸化增加,增强细胞周期依赖性蛋白激酶(cyclin-dependent kinas,CDKs)活性,促进DNA合成,加快细胞周期进程。当MG达到100 μmol/L的高浓度范围时,则抑制细胞增殖,且随着MG浓度升高,抑制细胞增殖和诱导细胞凋亡的效应越强[13]。大鼠2/3肝切除后,肝量减少,肝功能受损,MG的积累量增加,导致细胞内MG浓度较高。较高浓度的MG与AKT1的77位半胱氨酸残基结合成复合物[14]。该复合物中的AKT1更易被丝氨酸/苏氨酸激酶磷酸化,磷酸化的AKT1进而激活CDKs。CDKs能促进细胞周期蛋白(Cyclins)的表达,促进细胞从G1期向S期转变和细胞增殖。本实验在基因组学和蛋白质组学研究中发现,大鼠肝再生中AKT1、CDK1、CDK2、Cyclin A2、Cyclin D1、Cyclin B和Cyclin E等细胞增殖相关蛋白表达上调,并与MG浓度高低呈现一定的时空相关性,推测MG能作为一种信号分子,诱导PH后的肝细胞增殖。
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3.2 NF-κB、AP- 1等通过上调GLO1的表达促进肝细胞增殖
部分肝切除刺激肝枯否细胞、肝窦内皮细胞等肝非实质细胞释放肿瘤坏死因子-α(tumor necrosis factor-α,TNF-α)、IL- 6等细胞炎性因子,它们通过相应的信号传导通路活化NF-κB、AP- 1和PIM1等转录因子,导致肝细胞从G0期向G1期转变、DNA合成和有丝分裂。同时,活化的NF-κB和AP- 1均能与GLO1的启动子区结合,上调GLO1的表达[7]。GLO1通过促进MG转化,减少MG的量及蛋白和核酸的糖基化,促进肝细胞存活、增殖和肝再生。本实验发现,大鼠肝再生中TNF-α、NF-κB、AP- 1等转录因子表达上调,进一步调节的PIM1、GLO1等细胞增殖相关蛋白表达上调,表明NF-κB等通过上调GLO1等细胞增殖相关蛋白表达,促进PH后的肝细胞增殖。
3.3 NRF2通过上调GLOI的表达促进肝细胞增殖
正常生理条件下,细胞质中的NRF2与KEAP1结合,处于非活性、易降解的状态。KEAP1是接头蛋白cullin-3依赖性E2泛素脂酶复合物的底物,介导NRF2被26S蛋白酶体降解。在氧化应激条件下,肝细胞的NRF2被激活,进而与GLO1的外显子1的5′UTR区的抗氧化反应元件(ARE)结合,诱导GLO1 mRNA和蛋白的表达增加,降低肝脏的MG浓度、MG衍生
物浓度及细胞突变,促进肝细胞存活,表明NRF2通过上调GLO1,使蛋白和核酸免受糖化修饰,保护肝脏和肝细胞功能[15-18]。NRF2缺陷型肝细胞中,GLO1的表达降低,导致MG修饰的蛋白和核酸大大增加,抑制胰岛素/胰岛素样生长因子- 1(insulin /insulin-like growth factors,insulin/IGFs)信号的作用,增加肝细胞凋亡,导致胰岛素抵抗和肝再生延迟。肝再生中,NRF2的激活,上调GLO1表达,降低胞内MG的浓度,促进肝细胞的存活、增殖和肝再生[19]。表明NRF2在肝再生和肝保护中起重要作用。
4 总结与展望
本文综述了GLO1在肝再生中的作用。即NF-κB、AP- 1和NRF2等通过提高GLO1的表达和活性,解除MG在肝脏的积累和毒性,活化PI3K/AKT等信号通路,增加CDKs的表达,抑制糖原合成激酶3β和BAD等促凋亡蛋白的表达,促进肝细胞存活和增殖。但在85%肝切除后,肝脏严重缺失,抑制GLO1的表达和活性,增加MG的积累。后者通过抑制TNF-α和IL- 6的表达和作用,抑制肝细胞增殖,诱导肝细胞凋亡,降低肝再生能力。因此,GLO1可作为肝细胞的存活因子促进肝细胞增殖和抗肝细胞凋亡。临床上,应把通过激活NRF2上调GLO1的表达作为改善急性或慢性患者肝损伤,促进肝再生的新策略,提高肝病的治疗水平。
参考文献:
[1] 李智, 闫世军, 王思彤, 等. 乙二醛酶Ⅰ与糖尿病并发症的关系[J]. 中国药理学通报, 2010, 26: 428- 431.
[2] Masterjohn C, Mah E, Park Y, et al. Acute glutathione depletion induces hepatic methylglyoxal accumulation by impairing its detoxification to d- lactate [J]. Exp Biol Med (Maywood), 2013, 238: 360- 369.
[3] Sousa Silva M, Gomes RA, Ferreira AE, et al. The glyoxala pathway: the first hundred years and beyond [J]. Biochem J, 2013, 453: 1- 15.
[4] Principato GB, Locci P, Rosi G, et al. Activity changes of glyoxalas I-II and glutathione reducta in regenerating rat liver [J]. Biochem Int, 1983, 6: 249- 255.

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