鲜重

植物生理指标测定方法

1、叶片持水率

择植株上部枝条健康完整的定型叶，每种依据叶片大小摘取叶片，混均匀后分成三份即时

称量鲜重，后置入40℃恒温烘箱中，烘40min，取出称重，再置入85℃烘箱中恒温烘至

恒重。

离体叶片，在单位时间内，水分损失的大小，反映叶片持水能力的高低，水分损失越小，

其叶片保水能力就越高，就越耐干旱。故失水率的大小，表示叶片持水能力的高低，失水

率越小，其持水能力就越高。计算公式如下：

失水率=[（鲜重－40℃烘40min重）÷（鲜重－85℃烘至恒重）]×100%。

2、植物暂时萎蔫率测定

观测植株叶片萎蔫下垂、翌日晨不能恢复正常者，即取盆中土壤测定。其方法为，将植株

连土团倒出，用小刮铲，小心而迅速从根的周围取土，剔除粗粒沙石及残根等杂物，装入

已称重的备用铝盒，及时称重，带回室内置于

105℃烘箱内烘至恒重。取样后，及时复盆

并淋透水，置于棚内继续养护，观察能否生还，如能生还，数据可用，如果植株死亡，则

需重做。每种植物每次测试一盆，（做

3次重复）按下式计算暂时萎蔫率：

暂时萎蔫率=[（土壤湿重－土壤干重）÷土壤干重]×100%。

3、叶片相对含水量

取各植株相同部位叶片，首先测定植物叶片的鲜重

M1，后将叶片浸入蒸馏水中5-6h，使

叶片吸水达到饱和状态，取出擦干叶片至表面无水分残留，再称重，得植物叶片的饱和鲜

重M2，最后将植物叶片放进烘箱，105℃杀青半小时，再于85℃环境下烘至恒重，得叶片干重

M3。

叶片相对含水量按公式计算。

式中：M1：为叶片的鲜重，M2为叶片的饱和鲜重，M3为叶片干重

4、相对电导率

用DDS—6700型电导率仪测定，取各植株相同部位叶片，用蒸馏水拭净叶片表面和背面，

用剪刀去除叶片中脉，余下部分剪成大小为5mm×5mm的叶片。取0.20g各3份放入锥形

瓶中并加入30ml蒸馏水，放于真空干燥器中，用真空泵抽气10min，以抽出细胞间隙空气。

缓慢放入空气，水即渗入细胞间隙，叶片变成透明状，细胞内溶质易于渗出。取出锥形瓶，

间隔几分钟振荡一次，在室温下保持30min。用已经事先预热好的电导仪测定电导率L1，

再将加塞锥形瓶转入沸水中，水浴20mins，取出冷却至室温后测定电导率L2。

细胞膜相对透性（相对电导率）按公式计算。

式中：L1为叶片煮沸前外渗液的电导值；L2为叶片煮沸后外渗液的电导值

5、可溶性糖的测定

试剂：蒽酮乙酸乙酯—1g蒽酮溶于50ml乙酸乙酯中，贮于棕色瓶中（黑暗中可保存数星

期，如有结晶析出，可微热溶解。

标准曲线的制作：

1％蔗糖标准液—蔗糖于80℃下烘至恒重，精确称取1.000g。加少量水溶解，转入100ml

容量瓶中，加入

0.5ml浓硫酸，定容至刻度。

100mg/L蔗糖溶液—吸取1％蔗糖标准液1ml加入100ml容量瓶中，定容至刻度。

取20ml刻度试管11支，从0~10分别编号，按表1加入100mg/L蔗糖溶液和水，除空白外，

各浓度均重复二次。

管号

01-23-45-67-89-10

100mg/L蔗糖（ml）

00.20.40.60.81.0

水（ml）

2.01.81.61.41.21.0

蔗糖加入量（μg）

加完溶液后，按顺序向试管内加入0.5ml蒽酮乙酸乙酯试剂和5ml浓硫酸。浓硫酸要沿管壁缓

缓加入，然后将试管轻摇一下，待乙酸乙酯水解后，再充分摇动试管数次（注意勿将

硫酸溅出），使液体混匀，立即放入沸水浴中准确保温1min，取出后自然冷却至室温，以

空白作参比，在630nm波长下测其光密度，以糖含量为横坐标，光密度为纵坐标，绘制标

准曲线。

并求出标准曲线的直线的方程。

可溶性糖的提取：取新鲜植物叶片，擦净表面污物，称取0.1~0.3g叶片，共5份，分别放

入5支刻度试管中，加入5~10ml蒸馏水，塑料薄膜封口，于沸水中提取30min（提取2

次），提取液过滤入25ml容量瓶中，反复冲洗试管及残渣，定容至刻度。

样品测定：准确吸取样品提取液或水解液2ml于大试管中，2ml样品液中总含糖量应在20-

100μg之间，若超出此值，则应稀释样品液（或减少样品液用量，然后加水使液体总量达

到2ml），以下步骤与标准曲线测定相同。根据所测光密度查标准曲线，即可得出每ml样

品液中碳水化合物总量。

计算可溶性糖含量：

可溶性糖含量（％）＝C×V×n/(106a×W)

式中C－标准方程求得糖量（g）V－提取液量（ml）

a－吸取样品液体积（ml）n－稀释倍数W－组织重量（g）

6、脯氨酸的测定

试剂：80%乙醇；2.5%酸性茚三酮显色液：1.25g茚三酮溶于30ml冰乙酸和20ml6mol/L磷

酸中（3:2混合）搅拌加热（70℃）溶解，贮于冰箱中；6mol/L磷酸：40.8ml溶于100ml

水中

标准曲线制作

脯氨酸标准溶液：称取0.025g脯氨酸，蒸馏水溶解后定容至250ml，其浓度为100μg/ml。

再分别取此液0.5ml，1ml，2ml，3ml，4ml，5ml放入25ml的容量瓶中，用蒸馏水定容，

即成2μg/ml，4μg/ml，8μg/ml，12μg/ml，16μg/ml，20μg/ml的脯氨酸标准液。

取7支具塞刻度试管按表1加入各试剂。混匀后加玻璃球塞，在沸水中加热1h。以“0管”

为对照在波长520nm下比色。

管号0123456

标准脯氨酸量(ml)02

22222

冰乙酸(ml)

2.02.02.02.02.02.02.0

茚三酮(ml)

2.02.02.02.02.02.02.0

脯氨酸含量(μg)0

248121620

以光密度值为纵坐标，脯氨酸含量为横坐标，绘制标准曲线，求线性回归方程。

样品测定：

脯氨酸提取：取不同处理的剪碎混匀植物叶片0.2~0.5g，加入适量80%乙醇、少量石英

砂，于研钵中研磨成匀浆。匀浆液全部转移至10ml刻度试管中，用80%乙醇洗研钵，将

洗液移入相应的刻度试管中，最后用80%乙醇定容至刻度，混匀，80℃水浴中提取20min。

除去干扰的氨基酸：向提取液中加入约0.2g人造沸石和0.1g活性碳，强烈震荡5min，过

滤，滤液备用。

脯氨酸含量测定：吸取上清液2ml，加2ml冰乙酸和2ml茚三酮，于沸水浴中加热1h。以

空白管为对照，在波长520nm下比色测定。

结果计算：从标准曲线中查出测定液中脯氨酸浓度，按下式计算样品中脯氨酸含量的百分

数：

脯氨酸（质量分数）=C×Vt/W×Vs×106

式中C—提取液中脯氨酸含量（μg），由标准曲线求得；

Vt—提取液总体积（ml）；

Vs—测定时所吸取提取液的体积（ml）；

W—样品重量（g）。

7、POD的测定

试剂：20mmol/LKH2PO4—1.36g加水定容至500ml的容量瓶中；0.1mol/L磷酸缓冲液

（PH6.0）—87.7ml0.2mol/LNaH2PO4(15.6gNaH2PO4·2H2O溶于500ml水中)加12.3ml

0.2mol/LNa2HPO4（35.8gNa2HPO4·12H2O溶于500ml水中）；反应混合液—100mmol/L磷

酸缓冲液（PH6.0）50ml，加入愈创木酚28ul，于磁力搅拌器上加热搅拌，至愈创木酚

溶解，冷却后加入30％过氧化氢19ul，混合保存于冰箱中。

粗酶液的提取：称取植物(小麦叶片)材料1g，加20mmol/LKH2PO45mL，于研钵中研磨成

匀浆，以4000r/min离心15分钟，收集上清液保存在冷处，所得残渣再用5mLKH2PO4溶

液提取一次，全并两次上清液。

酶活性的测定：取比色皿2只，于一只中加入反应混合液3mL，1mLKH2PO4，作为校零

对照，另一只中加入反应混合液3mL，上述酶液1mL(如酶活性过高可适当稀释)，立即开

启秒表，于分光光度计470nm波长下测量OD值，每隔1min读数一次。以每分钟OD变化值表示

酶活性大小，1即以△OD470/蛋白质（或鲜重g）表示。

2也可以用每min内A470变化0.01为1个过氧化物酶活性单位(u)表示。

过氧化物酶活性[u/()]=

式中：A470—反应时间内吸光度的变化。W—植物鲜重g。

VT—提取酶液总体积，mL。Vs——测定时取用酶液体积,mL。t—反应时间，min。

8、SOD的测定

试剂：

0.05mol/L磷酸缓冲液（pH7.8）；

130mmol/L甲硫氨酸（Met）溶液：称1.9399gMet用磷酸缓冲液定容至100ml；

750μmol/L氮蓝四唑溶液：称取0.06133gNBT用磷酸缓冲液定容至100ml避光保存；

100μmol/LEDTA-Na2溶液：取0.03721gEDTA-Na2用磷酸缓冲液定容至100ml；

20μmol/L核黄素溶液：取0.00753g核黄素用磷酸缓冲液定容至1000ml避光保存(当天配

制)。

方法：

酶液提取取一定部位的植物叶片（视需要定，去叶脉）0.5g于预冷的研钵中，加1ml磷酸

缓冲液在冰浴下研磨成浆，转移到5ml离心管中，加缓冲液使终体积为5ml。于10000rpm

下离心10分钟，上清液即为SOD粗提液。

显色反应取5ml试管（或指形管，要求透明度好）4支，2支试管为测定管，另2支为对

照管，按表1加入各溶液。

混匀后将1支对照管置暗处，其他各管置于4000lx日光灯下反应20min（要求各管受光情

况一致，反应室的温度高时反应时间可以缩短，温度低时反应时间可适当延长(温度范围

30~37℃)。

试剂（酶）

0.05mol/L磷酸缓冲液

130mmol/LMet溶液

750μmol/LNBT溶液

100μmol/LEDTA-Na2液

20μmol/L核黄素

酶液

蒸馏水

表1各溶液加入量

用量(ml)

终浓度（比色时）

1.5

13mmol0.3

0.3

75μmol

0.3

10μmol

0.3

2.0μmol

0.05

对照管加缓冲液代替酶液

0.25

总体积3.0

SOD活性测定与计算至反应结束后，以不照光的对照管作空白，在560nm下分别测定其

它各管的光密度值，SOD活性单位以抑制NBT光化还原的50%为一个酶活性单位表示。

按下式计算SOD活性。

SOD总活性=

单位：酶单位/g鲜重表示；

Ack―照光对照管的光密度值；AE—样品管的光密度值；

V—样液总体积（ml）；a—测定时样品用量（ml）；

W—样重（g）；

9、丙二醛

试剂：0.05mol/L磷酸缓冲液（pH7.8）；20%三氯乙酸（TCA）；0.5%硫代巴比妥酸，先

加少量的氢氧化钠（1mol/L）溶解，再用20％的三氯乙酸定容。

方法：

MDA的提取：称取剪碎的试材0.2-0.5g，加入2ml0.05mol/L磷酸缓冲液和少量石英砂，

研磨至匀浆，再加适量磷酸缓冲液进一步研磨，匀浆转移到5ml离心管中，在6000rpm离

心15min，上清液为样品提取液。

显色反应和测定吸取离心的上清液1.5ml（空白加1.5ml磷酸缓冲液），加入2.5ml

0.5%TBA溶液，混匀物于沸水浴上反应20min，迅速冷却(可将水浴后的材料置于冷水中后再

离心。取上清液测定532nm、600nm和450nm波长下的光密度。计算含量

)

MDA(μmol/g)=(6.45(D532-D600)-0.56D450)*总提取液体积/(吸取体积*鲜重)